1、首先打开7500Software并且打开QPCR的数据。其次选择导出选择xls格式，开始导出。最后选择文件存储位置导入表格就可以了。
2、控制分析软件功能齐全，直观易用-中文、英文、日文三种软件界面可自由切换，一键点击，分析报告自动生成。
3、你用什么仪器得到的这些数据，采集这些数据的仪器所配的电脑上就有软件可以分析这些数据。
因为基本每个样本都是三个复孔，所以用目的基因CT平均减去内参的平均，再算其2-△△CT，EXCEL即可。
Ct=-1/lg（1+Ex）*lgX+lgN/lg（1+Ex），其中，n为扩增反应的循环次数，X为初始模板量，Ex为扩增效率，N为荧光扩增信号达到阈值强度时扩增产物的量。△Ct（n）=Ct（目的基因）-Ct（内参基因）；△△CT（n）=△Ct（n）-△Ct（1）。起始拷贝数越多，Ct值越小。
好像它的error bar用的是RQ max和RQ min，所以请问一下，这里的error bar难道不是用SD么？我的SD是用目的基因CT减去内参CT之后的值计算的，高的时候有0.23。但是用SD的话，因为柱状图的高度是2-△△CT，所以直接用SD的话会出现比如柱高是0.02但error bar有0.23左右。
你做了一次实验，得到的样本做了一次PCR，得到了一次的相对定量（设对照组为1）。然后重新做实验，再做PCR，又得到一组，这样至少重复3次，就有3组相对定量了。计算标准差 对照组的标准差：取对照组的平均CT值设为1， 3次试验的CT值根据2-△△Ct计算相对量，可以算出对照组的标准差。
做了一个实验，内部参考电压可以得到几个CT值，会得到多个目标基因。在这种情况下，根据CT值的平均值，将得到的比率（相对量）。实验肯定不是唯一的一次，至少重复3次。这将是一个倍数的3个或更多，得到。 3个以上的值，你可以计算平均值和标准偏差的。
应该是至少3次独立实验，而不是重复3次PCR。如果3次试验，每次重复3次（取平均值算一次）。然后先定各个基因在对照组的值为一，再算出其他组该基因的相对量，比如内参CT值一样（都是15），而TNF的CT值对照组是20，而模型组是19，则相对量是2 （对照组为1）。
1、现在最常用的两种分析实时定量PCR 实验数据的方法是绝对定量和相对定量。绝对定量通过标准曲线计算起始模板的拷贝数；相对定量方法则是比较经过处理的样品和未经处理的样品目标转录本之间的表达差异。2－△△CT方法是实时定量PCR 实验中分析基因表达相对变化的一种简便方法，即相对定量的一种简便方法。
2、如果是做的相对定量，用CTmean的结果就可以了，计算方法就是R＝2-ΔΔCt，现在很多仪器你只要设置的时候明确标出内参基因和目的基因，这个结果也是会有自带软件给计算出来的。
3、根据最终得到的数据不同，定量PCR可以分为相对定量和绝对定量两种。典型的相对定量如比较经过不同方式处理的两个样本中基因表达水平的高低变化，得到的结果是百分比；绝对定量则需要使用标准曲线确定样本中基因的拷贝数或浓度。
4、数据分析基线数据分析基线数据分析基线数据分析基线数据分析阈值线数据分析阈值线常见问题分析PCR扩增抑制（以Bio-CFX96为例）扩增曲线荧光强度大小及Ct值大小可提示存在抑制。H07存在扩增抑制；解决方法：将样本稀释后进行扩增。
5、如果是realtime做表达量，用excel的制图，将每个个体的Ct值平均数做出柱状图就可以了。如果你还做了标曲的话，就用制图中的散点图看R2值。其实这些功能做定量PCR的时候电脑程序应该会自动分析才对。具体情况具体分析。
首先建议生物学重复和技术重复保证三个左右，如果样本只有两个donor，可以将两者混匀后作为第三个样本。三个技术重复可以更加确保你数据的准确性。－△△CT方法中参照因子的选择决定于基因表达定量实验的类型。最简单的设计就是把未经处理的样品作为参照因子（calibrator ）。
学习做Realtime PCR， 实验结果是出来了，得到的内参、目的基因的Ct 值在15-25 之间，熔 融曲线基本上也是单峰，但不太会处理这个结果，对着数据发愁.不同的处理方法得到不 同的结果. 做的是相对定量，SYBR Green， 选用2^（-△ △ Ct）法 内参基因：对照。
首先为了建立标准曲线，需要已知拷贝数浓度的标准品，对标准品进行5次以上的连续梯度稀释，将稀释的标准品进行实时荧光定量PCR扩增，最后根据各样品的拷贝数浓度及相应的Cq值绘制标准曲线，得到线性方程Cq= -klgX0+b，其中X0为起始模板量。然后将未知样本的Cq值与此标准曲线进行比较，确定其拷贝数浓度。
如果有标准曲线，按照标准曲线计算。一般都是相对量，则用delta delta CT方法来计算。举例如下：对照组基因A的CT值为20， 内参（比如βactin）CT值15。实验组基因A CT值18，内参CT值14。首先算加样量：delta CT=15-14=1。2的1次方是2。也就是说实验组的加样量是对照组的2倍。
PCR扩增理论方程：起点定量与终点定量：起点的DNA量为“天然”的含量，更有意义；终点的DNA量为经过PCR过程“加工”的量，存在部分“失真”。
现在最常用的两种分析实时定量PCR 实验数据的方法是绝对定量和相对定量。绝对定量通过标准曲线计算起始模板的拷贝数；相对定量方法则是比较经过处理的样品和未经处理的样品目标转录本之间的表达差异。2－△△CT方法是实时定量PCR 实验中分析基因表达相对变化的一种简便方法，即相对定量的一种简便方法。
qRT-PCR是一种相对表达定量的方法，他的计算方法有很多，常用的相对定量数据分析方法是KJ Livak（Applied Biosystems）等人在2001年提出的“比较Ct法相对定量”，即：利用ΔCt值差异来推算基因表达差异（Ct目的基因 – Ct内参基因 = ΔCt），该方法的具体计算方法请参见文章： qRT-PCR相对定量计算详解 。
数据分析基线数据分析基线数据分析基线数据分析基线数据分析阈值线数据分析阈值线常见问题分析PCR扩增抑制（以Bio-CFX96为例）扩增曲线荧光强度大小及Ct值大小可提示存在抑制。H07存在扩增抑制；解决方法：将样本稀释后进行扩增。
1、数据分析基线数据分析基线数据分析基线数据分析基线数据分析阈值线数据分析阈值线常见问题分析PCR扩增抑制（以Bio-CFX96为例）扩增曲线荧光强度大小及Ct值大小可提示存在抑制。H07存在扩增抑制；解决方法：将样本稀释后进行扩增。
2、模板量不足：对未知浓度的样品应从系列稀释样本的最高浓度做起；看CT值是分析荧光定量PCR最直观的一个数据，CT值一般在35左右就失去参考价值了，平时我们实验室用BIODAI-PCR荧光定量法测得的扩增曲线的起跳值基本在30左右。
3、如果有标准曲线，按照标准曲线计算。一般都是相对量，则用delta delta CT方法来计算。举例如下：对照组基因A的CT值为20， 内参（比如βactin）CT值15。实验组基因A CT值18，内参CT值14。首先算加样量：delta CT=15-14=1。2的1次方是2。也就是说实验组的加样量是对照组的2倍。
4、实时荧光定量PCR结果无法分析 所谓实时荧光定量PCR技术 ，是指在PCR反应体系中加入荧光基团，利用荧光信号积累实时监测整个PCR进程，最后通过标准曲线对未知模板进行定量分析的方法。
